Effetti dell'acidificazione sulla nitrificazione e relativa emissione di protossido di azoto negli estuari e nelle acque costiere

Nature Communications volume 14, numero articolo: 1380 (2023) Citare questo articolo

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Nel contesto di un crescente livello di anidride carbonica (CO2) atmosferica, l’acidificazione degli estuari e delle acque costiere è notevolmente esacerbata dagli input di nutrienti provenienti dalla terra, dal sollevamento delle coste e da complessi processi biogeochimici. Una comprensione più approfondita di come i nitrificanti rispondono all’intensificazione dell’acidificazione è quindi cruciale per prevedere la risposta degli ecosistemi degli estuari e delle coste e il loro contributo al cambiamento climatico globale. Qui, mostriamo che l’acidificazione può ridurre significativamente il tasso di nitrificazione ma stimolare la generazione del sottoprodotto protossido di azoto (N2O) negli estuari e nelle acque costiere. Variando la concentrazione di CO2 e il pH in modo indipendente, in caso di acidificazione si esclude un effetto benefico previsto di una CO2 elevata sull'attività dei nitrificanti (effetto "fertilizzazione con CO2"). I dati del metatrascrittoma dimostrano inoltre che i nitrificanti potrebbero aumentare significativamente le espressioni genetiche associate all'omeostasi del pH intracellulare per far fronte allo stress da acidificazione. Questo studio evidenzia le basi molecolari degli effetti dell’acidificazione sulla nitrificazione e sulle emissioni di gas serra N2O associate e aiuta a prevedere la risposta e l’evoluzione degli ecosistemi costieri e degli estuari ai cambiamenti climatici e alle attività umane.

L’anidride carbonica (CO2) nell’atmosfera è in aumento a causa delle intense attività umane come la combustione di combustibili fossili, la produzione di cemento, la deforestazione e altri cambiamenti nell’uso del territorio1. A livello globale, la concentrazione atmosferica media di CO2 ha ormai raggiunto 413,2 ppm e si prevede che supererà le 800 ppm entro la fine del 21° secolo2,3. Circa il 40% della CO2 emessa durante l’era industriale è stata assorbita dagli oceani4, provocando di conseguenza una riduzione di circa 0,1 unità di pH nell’acqua marina superficiale5,6. Si stima un ulteriore calo di 0,2–0,3 unità di pH alla fine di questo secolo, con gravi conseguenze attese per gli organismi e gli ecosistemi sensibili6,7,8.

Gli ecosistemi estuari e costieri sono regioni dinamiche soggette all’interazione di fiumi, terra e oceani9, che possono fornire servizi ecosistemici vitali per il benessere umano10. Nel contesto di un crescente livello di CO2 atmosferico, le acque degli estuari e delle coste, tuttavia, soffrono di un'acidificazione più acuta rispetto agli oceani aperti, sotto gli effetti sinergici degli input di nutrienti provenienti dalla terra, del risveglio costiero e di complessi processi biogeochimici (Figura 1 supplementare) 11,12. Una delle maggiori minacce agli ecosistemi degli estuari e delle coste in tutto il mondo è l’eccessivo apporto di nutrienti di origine antropica nei bacini idrografici10. La produzione di fitoplancton indotta dall’eutrofizzazione può provocare un elevato tasso di respirazione nelle acque di fondo dove si deposita la materia derivata dalle alghe, che può causare una forte produzione di CO213. L'acidificazione negli estuari e nelle acque costiere può quindi essere notevolmente intensificata dall'intrusione episodica di acqua di risalita ad alto contenuto di CO211,13,14, che può influenzare negativamente i processi biologici e il funzionamento degli ecosistemi di estuario e costieri15,16,17,18,19,20,21 .

La nitrificazione è un processo fondamentale per l'equilibrio dei pool di azoto ridotto e ossidato, che collega la mineralizzazione alle vie di rimozione dell'azoto di denitrificazione e ossidazione anaerobica dell'ammonio22. Svolge quindi un ruolo cruciale nel ciclo globale dell’azoto, soprattutto negli ecosistemi acquatici eutrofici. A causa della crescita lenta dei nitrificanti e della loro elevata sensibilità alle perturbazioni ambientali23, si prevede che la nitrificazione sarà disturbata dall’acidificazione acquatica. Una complicazione nella risposta dei nitrificanti all’acidificazione è che l’aumento della pressione parziale di CO2 (pCO2) e la diminuzione del pH possono avere effetti opposti. Si prevede che condizioni di pCO2 più elevate favoriscano la nitrificazione, poiché una maggiore fonte di carbonio può promuovere la crescita di nitrificanti chemioautotrofi (fertilizzazione con CO2)24,25,26,27. Al contrario, la concomitante diminuzione del pH può spostare l’equilibrio tra ammoniaca (NH3) e ammonio (NH4+) verso una concentrazione inferiore di substrato NH3 disponibile per gli ossidanti dell’ammoniaca e quindi inibire la nitrificazione25,28,29. La risposta dei nitrificanti dipende quindi fortemente dall’equilibrio di questi potenziali effetti positivi e negativi. Tuttavia, si sa poco riguardo agli effetti dei livelli previsti di acidificazione acquatica sul metabolismo dei nitrificanti e sui meccanismi sottostanti.

300-fold stronger radiative forcing per mole than CO2 and can react with ozone in the stratosphere34. N2O can be enzymatically produced by ammonia-oxidizing bacteria (AOB) via conversion of hydroxylamine (NH2OH) to N2O35,36, or via nitrifier denitrification [a sequential reduction of nitrite (NO2−) to nitric oxide (NO) and N2O]35. Recently, the biotic conversion of NH2OH to N2O by AOB through the cytochrome P460 was also characterized36. In contrast, N2O emission associated with NH3 oxidation by ammonia-oxidizing archaea (AOA) is believed to result mainly from abiotic reactions between NH2OH and NO2− or NO32,37,38. Previous studies suggested that AOA produce lower yields of N2O than AOB during aerobic NH3 oxidation37,39. In addition, it has been documented that complete ammonia oxidizers (comammox) exhibit a lower N2O yield than AOB, as N2O originates rather from the abiotic conversion of NH2OH by comammox bacteria40,41. However, it is not yet clear how nitrifier N2O production will respond to aquatic acidification./p> 0.5; Fig. 5a), showing that the intracellular pH of the AOA may have also decreased with water pH./p>98 atom percent 15N, lower than 20% of ambient concentration) as a tracer and the accumulation of 15N in the NOx− (NO3− + NO2−) pools. During rate measurements, water pH was maintained stable via 0.2 M NaOH solution through the reactor's acid–base automatic regulator, as protons (H+) can be released during the process of NH3 oxidation. Meanwhile, DO concentration was maintained saturated and pCO2 was maintained at the targeted level via a 100 mL h−1 gas flow, and the outflow gas was collected with gas sampling bags (Teflon®FEP, DuPont). Temperature was maintained at room temperature (25 °C) by an automatic heating plate and cold circulating water bath. During the incubation, pH, DO, and temperature were recorded in real time through the equipped pH sensor (Hamilton, Switzerland), DO sensor (Hamilton, Switzerland), and temperature sensor (Infors, Switzerland), respectively. The incubations were conducted in dark by covering the reactor tanks with opaque paper. Liquid samples (30 mL) were collected at the beginning and end of the 24 h incubation, with gas-tight syringes through a reserved sampling tube (clamped tightly after sampling) and filtered immediately (0.22 μm, Waterman). Part of the filtered water was used for measurements of NO3− and NO2−, while the other part was prepared for 15NOx− analysis using the "denitrifier method"67. In addition, another 30 mL water samples were collected for measurements of DIC, alkalinity, and pCO2. Meanwhile, gas samples were extracted using gas-tight syringes for CO2, N2O, and N2O isotope measurements. Before utilization, the reagent solutions were filter-sterilized (0.22 μm, Waterman), and the reactor tank and related materials were heat-sterilized (121 °C and 15 psi for 20 min) (the same below). All the experiments were conducted in triplicate. The nitrification rates were calculated using the following equation68:/p>98 atom percent 15N) was added to lower than 20% of ambient NH4+ concentrations. The carbonate chemistry was manipulated by steadily bubbling the water samples with 0.22 μm-filtered CO2 adjusted air (400 μatm for groups a and b, 800 μatm for groups c and d) while adjusting pH (7.8 for groups b and c, 8.1 for groups a and d) with sterile acid (0.1 M HCl) or base (0.2 M NaOH) solution via the reactor's acid-base automatic regulator. Other reaction conditions (temperature, DO, gas flow rate, stirring speed, and dark condition) were the same as in the acidification experiments. Nitrification rates and N2O production rates were measured as described above during 24 h of incubation after equilibrium. All the experiments were conducted in triplicate./p>

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